实验教学

《植物生理学》实验课程简介

植物生理学实验是植物生理学课程教学的重要组成部分，旨在加深学生对植物生理学理论和实验基本原理的理解。实验不仅可以加强学生的实验操作技能，而且可以培养学生严谨的科学作风，在提高学生分析和解决问题的能力及独立工作能力方面，具有十分重要的作用。

本书内容涉及植物生理学的水分生理、矿质营养生理、光合作用、呼吸作用、生长发育、植物生长调节物质及抗性生理学等实验技术。并充分考虑到实验室实验设备的现状以及学科发展的需要，本书主要以容易采摘及获得的植物材料为研究对象，所选实验系多年来在教学和科研中较为成熟的实验，供本校本科生使用。

实验守则及要求

1. 实验室必须保持安静、整洁。

2. 除指定的仪器外，不得动用其他仪器。使用仪器前，应了解其性能和操作方法，并注意爱护；使用完毕，应记录仪器使用情况。

3. 使用药品和试剂应注意安全，公用药品必须在原来放置的地方取用，并注意节约。

4. 实验材料严禁倒入水槽内，有腐蚀性的废液必须小心倾倒入废液桶（以便做统一处理）。

5. 实验过程要小心谨慎，万一损坏仪器设备，应如实报告教师，并办理登记手续。如属违反操作规则而造成损失，视情节轻重赔偿或处分。

6. 实验完毕， 应清洗玻璃仪器、收拾台面， 值日生应负责整个实验室清洁卫生工作（包括关水电、抹台面、扫地、倒垃圾）。

实验一 植物组织水势的测定-小液流法

一、实验目的

用小液流法测定植物组织水势。

二、实验原理

测定植物组织水势的方法较多，小液流法是其中一种。由于植物细胞是一个渗透系统，因此本法是将植物组织置于不同浓度（也即不同水势）的蔗糖溶液中，寻找到一种浓度的蔗糖溶液，其水势与植物组织的水势相等，然后计算该浓度蔗糖溶液的水势，从而知道植物组织的水势。即当组织水势低于溶液渗透势，组织吸水，溶液变浓，比重增加，小液流下沉。当组织水势高于溶液渗透势，组织失水，溶液变稀，小液流上浮。当组织水势等于溶液渗透势，组织与溶液达到水分进出动态平衡，溶液浓度和比重不变，小液流不动。

三、实验材料、仪器和试剂

1. 实验材料

土豆。

2. 仪器设备及用品

试管架、５mL试管６支、10mL带塞试管６支、毛细管６支、打孔器、镊子、移液管、吸球等。

3. 试剂药品

１mol／L蔗糖溶液、甲烯蓝粉末。

四、实验方法及步骤

(1) 取６支５mL带塞试管编号，排列于试管架上；另取６支10mL的带塞试管编上相同的号码，与５mL试管对应排列于试管架上。所用试管一定要干燥。

(2) 取１mol／L蔗糖溶液作母液，用蒸馏水将其稀释成下列各浓度：0.1 mol／L、0.2 mol／L、0.3 mol／L、0.4 mol／L、0.5 mol／L、0.6 mol／L，各10ｍL。然后充分摇匀，加塞。

(3) 用移液管从10mL试管中取出不同浓度的蔗糖溶液1mL，分别装入相对应的5mL试管中，立即加塞。移液管与浓度一一对应。

(4) 取生长状态一致的土豆（擦干表面水分），用打孔器打取植物组织，切成0.2cm厚的薄片，用镊子向５mL试管试管中各投入8片，使溶液浸没土豆块，加塞放置约30min，其间经常摇动小试管，并保持小圆片浸没于溶液中。打取小圆片及投入试管中时，动作应尽量快速。

(5) 到时间后，向５mL试管中各加入甲烯蓝粉末少许（以染成蓝色为度），摇匀，使溶液着色。

(6) 取干燥毛细管６支，分别从５mL试管中吸取蓝色溶液（约为毛细管的一半以上），用吸水纸将毛细管外壁的蓝色溶液擦干净，然后插入与５mL试管相对应的10mLｍＬ试管中，使毛细管内的液面高于试管内的液面１～２cm，然后缓慢放出蓝色溶液一小滴，保持毛细管静止不动（可将毛细管壁靠在试管口上），观察蓝色小液滴的移动方向，然后缓慢取出毛细管插回５mL试管中。插入和取出毛细管时动作应缓慢并保持毛细管内溶液不漏出。毛细管与浓度应一一对应。

(7) 将蓝色小液滴移动方向填入下表中，若小液滴向上移动，则说明叶片组织水势大于该浓度蔗糖溶液的水势；若向下移动则相反；若静止不动，则说明叶片组织的水势与该蔗糖溶液的水势相等；如果在前一浓度中向下移动，而在后一浓度中向上移动，则植物组织的水势可取两种浓度蔗糖溶液水势的平均值。

(8) 记录实验时的温度（℃）

表1 小液流法现象观察记录表

五、注意事项

1. 植物材料大小、数目要相等，否则易产生小液流移动方向在不同浓度下波动的结果，以至无法确定植物组织水势。

2. 甲烯蓝不宜加得过多（溶液呈稍深的蓝色即可），否则将使实验组各管中溶液的比重均加大。

3. 如果溶液的浓度范围不够，可以在本系列前后递增几个蔗糖溶液

六、思考题

除了小液流法，还有哪些测定植物组织水势的方法？各有何优缺点？

实验二 植物组织中金属元素的测定-原子吸收分光光度法

一、实验目的

二、实验原理

三、实验材料、仪器和试剂

（一）实验材料

女贞叶片

实验三 叶绿体色素的提取分离及理化性质

一、实验目的

以植物叶片组织为材料，提取叶绿体色素，鉴定叶绿体色素的理化性质。

二、实验原理

提取：植物叶绿体色素是吸收太阳光能、进行光合作用的重要物质。它主要由叶绿素ａ、叶绿素ｂ、胡萝卜素和叶黄素组成。这些色素都不溶于水，而溶于有机溶剂，故可用乙醇、丙酮等有机溶剂提取。

分离：叶绿体色素分离的方法有多种，纸层析是最简便的一种，纸层析常用于一些生物小分子物质的分离和纯化。它以滤纸上的纤维及其结合水为固定相，以有机溶剂为流动相。当流动相流经滤纸上的样品原点时，样品中各溶质组分在两相中进行分配，一部分溶质离开原点随流动相移动，一部分进入固定相的无溶质区，这种分配不断进行，直到层析结束。在展层过程中，各组分在固定相和流动相间有不同的分配系数（分配系数指溶质在两相中的浓度之比），其迁移率Rｆ（Rｆ为原点到该溶质层析点中心距离与原点到流动相前沿距离之间的比值）也不同，经过一定时间后，可将各种色素分开。

荧光现象：叶绿素溶液在透射光下呈绿色，而在反射光下呈红色，这种现象称荧光。叶绿素吸收光量子而转变成激发态，激发态的叶绿素分子很不稳定，当它变回到基态时可发射出红光量子，因而产生荧光。

取代反应：叶绿素的化学性质很不稳定，容易受强光的破坏，特别是当叶绿素与蛋白质分离以后，破坏更快，而类胡萝卜素则较稳定。叶绿素中的镁可以被氢离子所取代而成褐色的去镁叶绿素。去镁叶绿素遇铜则成为铜代叶绿素。铜代叶绿素很稳定， 在光下不易被破坏，故常用此法制作绿色多汁植物的浸渍标本。

皂化反应：叶绿素是叶绿酸的酯。叶绿酸是二羧酸，其羧基分别与甲醇和叶绿醇形成酯，故可与碱起皂化反应而生成醇（甲醇和叶绿醇）和叶绿酸的盐，产生的盐能溶于水中，可用此法将叶绿素与类胡萝卜素分开。

三、实验材料、仪器和试剂

1.实验材料

菠菜叶片。

2.仪器设备及用品

研钵、漏斗、滴管、大试管（带胶塞）、大头针、滤纸、天平、量筒、毛细管、试管、试管架、烧杯、酒精灯、玻棒、铁三角架、刻度吸量管、火柴、容量瓶、定量滤纸。

3.药品试剂

95％乙醇、80％丙酮、石英砂、乙醚、稀盐酸、醋酸铜粉末；

推动剂：石油醚∶乙醚＝4∶1（V／V）；

KOH－甲醇溶液：30ｇKOH溶入100mL甲醇中，过滤后盛于塞有橡皮塞的试剂瓶中。

四、实验步骤

（一）叶绿体色素的提取

（１）取卤地菊叶片１ｇ，洗净，擦干，去掉中脉剪碎，放入干燥的研钵中。

（２）研钵中加入少量石英砂，加２～３mL 95％乙醇，研磨至糊状，再加５mL95％乙醇，研磨，过滤，即得色素提取液。

（二）叶绿体色素的分离

（１）点样。取前端剪成三角形的滤纸条，用毛细管取叶绿素提取液，如图１点样，注意每次所点溶液不可过多，点样后晾干，再重复操作数次。

（２）分离。在层析缸中加入推动剂，然后将滤纸固定，插入层析缸中，使尖端浸入溶剂内（点样原点要高于液面，滤纸条边缘不可碰到试管壁），盖紧胶塞，直立于阴暗处层析。当推动剂前沿接近滤纸边缘时，取出滤纸，风干，观察色带的分布。叶绿素ａ为蓝绿色，叶绿素ｂ为黄绿色，叶黄素为黄色，胡萝卜素为橙黄色。用铅笔标出各种色素的位置和名称。

图１点样示意图

（三）将前面提取的叶绿体色素溶液用于以下实验

１．荧光现象的观察

取ｌ支试管加入浓的叶绿体色素提取液，在直射光下观察溶液的透射光与反射光颜色有何不同，可观察到反射出暗红色的荧光。

２．氢和铜对叶绿素分子中镁的取代作用取两支试管。第一支试管加叶绿体色素提取液２mL，作为对照。第二支试管加叶绿体色素提取液２mL，再加入稀盐酸数滴，摇匀，观察溶液颜色变化。当溶液变竭后，再加入少许醋酸铜粉末，微微加热，观察记录溶液颜色变化情况，并与对照试管相比较。解释其颜色变化的原因。

３．皂化作用（绿色素与黄色素的分离）

取叶绿体色素提取液２mL于试管中，加入４mL乙醚，摇匀，再沿试管壁慢慢加入５mL左右的蒸馏水，轻轻混匀，静置片刻，溶液即分为两层，色素已全部转入上层乙醚中。用滴管吸取上层绿色层溶液，放入另一试管中，再用蒸馏水冲洗一次。在色素乙醚溶液中加入１～２mL 30％KOH-甲醇溶液，充分摇匀，静置。可以看到溶液逐渐分为两层，下层是水溶液，其中溶有皂化的叶绿素ａ和ｂ；上层是乙醚溶液,其中溶有黄色的胡萝卜素和叶黄素。

五、注意事项

1.为了避免叶绿素光分解，操作时应在弱光下进行，研磨时间应尽量短些。

2.叶绿体色素提取液不能混浊。

六、思考题

1．用无水乙醇或无水丙酮提取干植物体色素往往效果不佳，为什么：因为叶绿素与植物体内的蛋白结合很紧密，需要水解离和分离叶绿素。

2.在研磨提取叶绿素时加入碳酸钙、石英砂的作用：研磨时石英砂可增加摩擦力，使研磨充分省时，加碳酸钙以中和细胞中的酸，防止镁离子被氢离子取代。

3.纸层析后的结果是什么：最上端是橙黄色（胡萝卜素）、其次是鲜绿色（叶黄素）、再次蓝绿色（叶绿素a）、最后是黄绿色（叶绿素b)，符合分子量由低到高的排序。

4.观察到的荧光现象的结果是：透射光是绿色，因绿光不被吸收而透过；而反射光为血红色荧光。

5.取代反应的实验结果：加入醋酸呈褐色，因为氢取代镁离子所致，加入醋酸铜并加热成蓝绿色，因为铜离子取代氢离子所致。

6.皂化反应的结果：溶液逐渐分为两层，下层是稀的乙醇溶液，其中有皂化叶绿素a、和b盐；上层是苯溶液，其中有黄色的胡萝卜素和叶黄素。

7.叶绿素a、b在蓝光区也有吸收峰，能否用于叶绿素a、b的定量分析：不能，因为类胡萝卜素在此也有吸收峰，会影响定量测定。叶绿素a、b：640~660nm红光区&430~450nm蓝紫光区；类胡萝卜素：400~500nm蓝紫光区。

实验四 植物呼吸酶(抗坏血酸氧化酶和多酚氧化酶)活性的测定

一、实验目的

植物体内的呼吸酶，是催化植物在呼吸过程中，进行氧化还原的一些酶类。植物体内的末端氧化酶是将从基质传递来的电子，直接交给氧并产生H₂O或过氧化氢。植物体内的末端氧化酶有抗坏血酸氧化酶、多酚氧化酶等。这个复杂的氧化酶系统，有助于植物对不良外界环境条件的适应。通过本实验，掌握一个简便快速测定抗坏血酸氧化酶及多酚氧化酶活性的方法。

二、实验原理

1. 抗坏血酸氧化酶

抗坏血酸在抗坏血酸氧化酶的作用下，可以氧化为脱氢抗坏血酸。

抗坏血酸为底物，加入酶的提取液，酶与底物充分反应，此时抗坏血酸氧化酶将抗坏血酸消耗掉一部分，根据消耗的多少来计算酶的活性。抗坏血酸消耗的多，说明酶的活性强。

抗坏血酸的消耗量，可用碘液滴定剩余的抗坏血酸来测定。

I₂ 的产生：

KIO₃ + 5 KI + 6 HPO₃ → 3 I₂ + 6 KPO3 +3 H₂O

用碘液滴定剩余的抗坏血酸：

2. 多酚氧化酶

多酚氧化酶在有氧存在的条件下，可以将酚氧化成醌。

邻醌再与抗坏血酸作用，将它氧化成脱氢抗坏血酸。

抗坏血酸 + 邻醌 →脱氢抗坏血酸 + 邻苯二酚

上述反应，由于醌类物质的氧化还原电位比抗坏血酸的高（邻醌△ E=0.696 ，抗坏血酸△ E=0.166 ）。所以邻醌能夺取抗坏血酸上的氢，生成邻苯二酚。因此，多酚氧化活性的测定，参加反应的底物有两种：即邻苯二酚和抗坏血酸。多酚氧化酶的活性，也用抗坏血酸的消耗量求得。

三、实验材料、试剂与仪器设备

（一）实验材料 土豆

（二）试剂

1．pH 6.0 的磷酸盐缓冲液：A液为1/15 mol/L 磷酸氢二钠溶液，B液为1/15 mol/L磷酸二氢钾溶液，取A液10 mL与B 液90 mL混均即可。

2．0.1％抗坏血酸，试验当天配制。

3．0.02 mol/L焦儿茶酚：称取0.22 g焦儿茶酚溶于100 mL水中,试验当天配制。

4．10％偏磷酸。

5．1％淀粉溶液。

6．0.005 mol/L碘液：碘化钾2.5 g溶于200 mL蒸馏水中，加冰醋酸1 mL，再加0.1 mol/L碘酸钾（0.3567 g碘酸钾溶于水，定容至100 mL）12.5 mL，最后加蒸馏水成250 mL。

（三）仪器设备

研钵1个，容量瓶50 mL1个，三角瓶50 mL 6个，微量滴定管1支，移液管5 mL 1支、2 mL 2支、1 mL1支，恒温水浴锅。

四、实验步骤

1.酶液的提取：称取土豆芽 2 g ，放入研钵中，加少量石英砂，加 pH 6.0 的磷酸盐缓冲液约 5 mL ，迅速研成匀浆，研碎后迅速放入 50 mL 容量瓶中，把全部材料都用蒸馏水洗入 50 mL 容量瓶中，最后用缓冲液定容至刻度。

在室温下，每隔 3 min 摇动一次，共摇 5 次，共计 15 min ，再静止 20 min ，其上清液即为酶的提取液。

2. 酶活性的测定：取 6 个 50 mL 干净干燥的三角烧瓶，标上号码，除酶液外，按表 23 – 1 准确加入各试剂：

表 23 – 1 酶活性测定加入的各试剂量

先在各瓶中加水、抗坏血酸及焦儿茶酚，并向 3 及 6 号瓶加入 1 mL 偏磷酸。将三角瓶放在水浴上加温至 18 ～ 20 ℃（或放在室温下），然后每隔 1 min 依次向各瓶中加 2 mL 酶提取液，准确记录加入酶液的时间。反应 3 min 后立即往三角烧瓶中加入偏磷酸 1 mL ，停止酶的活动。然后加入 3 滴淀粉溶液做指示剂，用 0.005 mol/L 碘液滴定。滴定到出现浅兰色为止。记录消耗碘液的数值。

3. 酶活性的计算：

酶活性以每克鲜组织，每分钟氧化抗坏血酸的毫克数表示。计算方法如下：

式中： 0.44 ——每毫升 0.005N 碘液氧化抗坏血酸毫克数。

由于多酚氧化酶提取液中有两种酶， 4 号瓶与 5 号瓶中又有两种底物，所以 4 号瓶与 5 号瓶中包括两种酶的活性，在求多酚氧化酶的活性时必须减去抗坏血酸氧化酶的活性。

实验五 生长素对种子萌发的影响

一、实验目的

观测不同浓度的萘乙酸对小麦根芽生长的不同影响

二、实验原理

生长素及人工合成的类似物质如萘乙酸等对植物生长有很大的调节作用，在不同浓度下对植物生长的效应也不同。一般来说，低浓度的生长素促进生长，高浓度时则抑制生长。不同的植物器官对生长素的反应也不同，通常根比芽、茎对生长素更敏感。本实验据此观察不同浓度的萘乙酸在种子萌发过程中对植物不同器官生长的影响。

三、材料、仪器设备及试剂

（一）材料：

小麦种子。

（二）仪器设备：

温箱，培养皿，移液管，镊子，滤纸，尺子。

（三）试剂

10mg/L萘乙酸，0.1%升汞。

三、实验步骤

1. 取小麦种子，用0.1%升汞消毒15min，再用自来水和蒸馏水各冲洗3次，置于22℃的温箱中催芽2d。

2. 取9cm的洁净培养皿7套，编号。在1号培养皿中加入10mg/L 萘乙酸10mL，然后从其中吸取1mL放入2号培养皿中，加9mL蒸馏水混匀后即成为1 mg/L 萘乙酸溶液。

如此依次稀释到6号培养皿（最后从第6号培养皿中取出1mL弃去），则1号至6号培养皿中的萘乙酸浓度依次为10 mg/L、1 mg/L、0.1 mg/L、0.01 mg/L、0.001 mg/L、0.0001 mg/L。第7号培养皿中则加入9mL蒸馏水作为对照。

3. 在各培养皿中放入一张与培养皿皿底大小一致的滤纸，选取已萌动的小麦种子10粒，用镊子将其整齐地排列在培养皿中，使芽尖朝上并使胚的部位朝向同一侧，盖上皿盖后，放在22℃的温箱中暗培养3d。

4. 测量培养皿内小麦幼芽及幼根的平均长度以及根的数目。

四、实验结果计算与分析

以蒸馏水中的材料为对照，计算不同浓度萘乙酸溶液中小麦幼芽及幼根长度的增加或减少值，并填入表中进行比较分析。

实验六 种子活力的测定

一、实验目的：

种子生活力是指种子能够萌发的潜在能力或种胚具有的生命力。测定种子生活力常采用萌发实验，即在适宜的条件下，让种子吸水萌发， 在规定的时间内统计发芽种子的百分数。但是，采用萌发实验测定种子的生活力所需时间较长，有时在生产上或种子贸易过程中，需要快速地知道种子的生活力，采用萌发实验就无法满足这些要求。另外，处在休眠状态下的种子虽然不能萌发，但仍然具有生活力，显然，采用萌发实验无法测定休眠种子的生活力。而采用以下的化学方法，可以较快地测定种子的生活力。

二、实验原理：

1．活种子的胚在呼吸作用过程中能进行氧化还原反应，而死种子则无此反应。当TTC渗入活种子胚细胞内作为氢受体而被脱氢辅酶(NADH2或NADPH2)上的氢还原时，无色的TTC转变为红色的三苯基甲（TTF）。而且种子的生活力越强，代谢活动越旺盛，被染成红色的程度越深。死亡的种子由于没有呼吸作用，因而不会将TTC还原为红色。种胚生活力衰退或部分丧失生活力，则染色较浅或局部被染色。因此，可以根据种胚染色的部位以及染色的深浅程度来判定种子的生活力。

2.染料染色法是根据有生命力种子胚细胞的原生质膜具有半透性，有选择吸收外界物质的能力，一般染料不能进入细胞内，胚部不染色。而丧失生命力的种子，其胚部细胞原生质膜丧失了选择吸收能力，染料可自由进入细胞内使胚部染色。所以可根据种子胚部是否被染色来判断种子的生命力。

三、实验材料、试剂与仪器设备

【仪器设备及用品】

恒温箱、小白瓷碗、镊子、刀片、小烧杯。

【试剂药品】

0.5％TTC溶液：称取0.5ｇTTC放入小烧杯中，先加少许乙醇溶解后，再用蒸馏水稀释定容至100mL。TTC溶液最好随用随配，不宜久藏。溶液应遮光贮藏。若已变为红色，则不能继续使用。

0.02％～0.2％靛红溶液或 5％红墨水（酸性大红G）

四、实验步骤

(一) TTC法

1.浸种

将水稻种子用温水（30～35℃）浸泡２～６ｈ，使种子充分吸胀。

2.显色

随机取吸胀水稻种子20粒，小心剥去种皮，务必不要伤害种胚。然后将处理好的种子置于小白瓷碗中，加入０畅５％TTC溶液，以刚好浸没种子为度，于恒温箱（30～35℃）中保温0.5～１ｈ。另取20粒吸胀水稻种子，于沸水中煮５min后，再加入0.5％TTC溶液染色。

3.统计

染色结束后要立即进行鉴定，因放置太久会褪色。倒出TTC溶液，再用清水将种子冲洗１～２次，观察种胚被染色的情况。凡种胚全部或大部分被染成红色的即为具有生活力的种子，种胚不被染色的为死种子。根据上述标准鉴定煮沸和未煮沸种子的生活力。

（二）染料染色法

1.浸种

将水稻种子用温水（30～35℃）浸泡２～６ｈ，使种子充分吸胀。

2.染色

取已吸胀的种子 200 粒，沿胚的中线切为两半，将一半置于培养皿中，加入 5%红墨水（以淹没种子为度），染色 10～15 min（温度高时间可短些）。

3.统计

染色后倒去红墨水，用水冲洗多次，至冲洗液无色为止。检查种子死活，凡种胚不着色或着色

很浅的为活种子；凡种胚与胚乳着色程度相同的为死种子。可用沸水杀死的种子作对照观察。根据上述标准鉴定煮沸和未煮沸种子的生活力。

五、注意事项

上述所介绍的几种方法都是以细胞对该物质的透性为前提，因此只能快速地了解种子具有的发芽潜

力，为急需之用。

六、思考题

1．比较 TTC 法、红墨水法和 BTB 法，测定的结果是否相同？为什么？

2．就你所知还有哪些快速方法可以测定种子的生活力？

实验七 切花的保鲜技术

9、记录以上指标，确定最佳保鲜液配方。

实验八 植物抗逆性的测定-电导仪法

一、实验目的

进一步理解和认识逆境胁迫对植物细胞膜透性的影响，了解电导法在植物逆境生理与抗性育种研究中的应用范围。

二、实验原理

在正常生长状况下，植物细胞膜保持着良好的选择透性，而当植物组织受到逆境（例如干旱、低温、高温、盐渍等）伤害时，由于膜脂过氧化、膜蛋白变性及膜脂流动性改变，造成膜相变和膜结构破坏，使得细胞膜透性增大，从而使细胞内的电解质外渗，以致植物细胞浸提液的电导率增大。膜透性增大的程度与逆境胁迫强度有关，胁迫强度越大，伤害越重，外渗越多，电导率的增加也越大。同时也与植物抗逆性的强弱有关，抗性越强，伤害越轻，外渗越少，电导率的增加也越小。所以，通过测定外渗液电导率的变化，就可以反映出细胞膜的伤害程度和所测材料抗逆性的大小。

三、实验材料、仪器和试剂

（一）实验材料

女贞叶片

（二）实验设备

电导仪、天平、温箱、真空干燥器、抽气机、恒温水浴锅、注射器。

（三）实验试剂

NaCl溶液(100mg/ml)

四、实验方法及步骤

1. 制作标准曲线：如需定量测定透性变化，可用纯NaCl配成0、10、20、40、60、80、100ug/ml的标准液，在20～25℃恒温下用电导仪测定，可读出电导度。

2. 选取女贞植物在一定部位上生长叶龄相似的叶子若干，剪下后，先用纱布拭净，称取二份，各重2g。

3. 一份插入小杯中放在40℃恒温箱内萎蔫0.5～1h，另一份插入水杯中放在室温下做对照。处理后分别用蒸馏水冲洗二次，并用洁净滤纸吸干。然后剪成长约1cm小段放入小玻杯中（大小以够容电极为度），并用玻棒或干净尼龙网压住，在杯中准确加入蒸馏水20ml，浸没叶片。

4. 放入真空干燥器，用抽气机抽气7～8min以抽出细胞间隙中的空气；重新缓缓放入空气，水即被压入组织中而使叶下沉。

5. 将抽过气的小玻杯取出，放在实验桌上静置20min，然后用玻棒轻轻搅动叶片，在20～25℃恒温下，用电导仪测定处理组和对照组溶液电导率，分别记录为T1和C1。

6. 测过电导率的之后，再放入100℃沸水浴中15min，以杀死植物组织，取出放入自来水冷却10min，在20～25℃恒温下测其煮沸电导率，处理组和对照组分别记为T2和C2。

7. 结果及分析

比较不同处理（高温或低温处理与对照）的叶片细胞透性的变化情况，记录结果，计算伤害率，并加解释。

伤害率计算公式如下：

五、注意事项

电导率测定中一般用去离子水，若制备困难可用蒸馏水代替，但需要设一空白（蒸馏水为空白），测定样品时同时测定空白电导率，计算个组电导率时时应减去相应的空白电导率。

六、思考题

测定电导率时，为何要对材料进行抽真空处理？